快速、大量失血、失液导致的失血性休克是外科常见的急危重症，具有较多的并发症，是引起创伤患者死亡的主要原因。为提高救治率，越来越多的人投身于失血性休克病理生理机制及免疫反应的研究中。而这些研究大多离不开动物模型，建立一种简便有效，稳定均一并贴近医学实际的规范化动物模型，是研究者们面临的一大挑战。

动物的选择

用于构建模型的动物有很多种，综合考虑，目前常见物种主要为大鼠、犬和小型猪。

大鼠便于饲养、价格低廉、易操作，免疫反应与人类相似，相比于小鼠，血容量较多，体积较大，可模拟出更加复杂的临床情况。

犬相对于小动物来讲，手术操作更为容易，获取的标本较大，易于创伤局部区域的观察，应用广泛，但诱导休克前需先切除脾脏以消除其自体输血的代偿应激作用。

猪血流动力学、代谢免疫反应及胃肠道系统近似人体，休克模型更加贴近临床实际。

在以犬和小型猪为代表的大动物模型方面，由于考虑到成本和伦理等问题，其相关应用受到一定的限制。

造模方法

失血性休克模型根据对模型指标的控制，可分为可控出血模型和不可控出血模型。可控出血模型可进一步分为定容性失血性休克模型及定压性失血性休克模型。

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定容性失血性休克模型

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该模型根据估计血容量，在设定时间内通过血管插管释放一定量血液( 一般＞40% 循环血容量) 诱导休克。

缺点：此法不能控制低血压程度，休克效果无法充分评估，难以实现标准化和重现性最大化。且当大鼠体质量在100～400g 范围时，总血量与体质量的比值呈线性下降变化。

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定压性失血性休克模型

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试验方法：采用Wiggers改良法，制作可逆性或不可逆性休克。动物急性放血至平均动脉压降至35ｍｍＨg维持此血压1小时，即为可逆性休克模型补充血液仍可治疗。

试验材料：

SD大鼠：雄性，8-10周龄，

试验步骤：

动物经1周适应性饲养后，禁食禁水12小时，麻醉；右侧颈动脉穿刺插管，血液通过颈动脉插管放血，直至达到平均动脉血压为35±5 mmHg；将该压力保持60分钟。

模型的优缺点：Wiggers创立的定压性失血性休克模型颇受欢迎，改良后可根据需要制作出可逆性或不可逆性休克模型。不足之处是该模型会破坏机体本身的代偿作用，与临床实际差别较大。模型制备需先麻醉动物，然后手术插管放血将血压控制在预定的范围 (30～40 mmHg) 内，并维持一定时间。

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非控制性失血性休克模型

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不可控出血模型又称非控制性失血性休克模型，此模型通过肝或脾撕裂、主动脉损伤，剪尾等方法诱导出血，更加贴近创伤或严重出血患者的临床表现。

优点：非控制性失血性休克模型在一定程度上可弥补控制性失血性休克模型在血容量丧失和血压变化上的不足。

总结

尽管目前有各种各样为不同实验目的设计的失血性休克动物模型，但种属差异和不同的临床实际情况不可逾越。因此，也就无法设计出一种与临床实际非常接近的理想化的失血性休克实验动物模型。在选择研究失血性休克动物模型时既要考虑每种动物模型之间的差异，又要考虑研究问题是否需要一种与人类创伤失血性休克生理机制非常相似的实验模型。尤其需要强调的是，只有选准动物实验模型，并充分模拟人体所处的客观环境，才能将研究成果更好地应用于临床与战争，救治更多的生命。

来源：金辰,徐东刚.失血性休克动物模型研究进展[J].军事医学,2017,41(01):73-76.

转自：“MDL科研助手”微信公众号

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